1. But

Cette coloration à pour but d'identifier des Bacilles Acido-Alcoolo Résistants (BAAR), c'est-à-dire les Mycobacteriaceae, dans des prélèvements pathologiques.

2. Principe

Cette coloration est basée sur la capacité des BAAR à garder une coloration après l'action de l'éthanol et de l'acide fort concentré. Une contre coloration permet la coloration des autres bactéries.

Il s'agit d'une méthode spécifique, non toxique mais la détection des BAAR est fastidieuse.

3. Technique

3.1. Coloration

Après réalisation du frottis du prélèvement, on le recouvre de fuchsine phéniquée de Kinyoun pendant 10 minutes sans le chauffé puis on le rince à l'eau.

3.2. Décoloration

Une fois rincer, on recouvre le frottis d'un mélange d'acide et d'alcool de Kinyoun pendant 3 minutes puis on rince de nouveau.

3.3. Recoloration

On recouvre ensuite le frottis avec du bleu de méthylène phéniqué pendant 1 à 2 minutes puis on le rince et on le sèche.

On peut ensuite l'observer au microscope optique à l'objectif 100.

3.4. Observation

Il faut observer la lame à l'objectif 100 pendant 15 minutes afin d'être sûr de la présence ou non de ces bactéries. Les bactéries non BAAR apparaitrons en bleu et les BAAR en rose.

4. Interprétation

Si la présence de BAAR est observée, il faut compté le nombre de BAAR par champs sur 10 champs et en faire la moyenne.

Si le résultat est négatif (absence de bactéries colorées en rose), il faut alors compté 100 champs et rendre comme résultat: « BAAR non détecté sur 100 champs ».

5. Identification

Elle ne repose que sur l'observation du frottis. En effet, si la présence de fins bacilles roses est observé on peut conclure à la présence de Mycobactérium dans le prélèvement

DATE :	Modifications apportées
24/12/11	Création du texte

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